Baixe Perspectivas para o controle do carrapato bovino e outras Notas de estudo em PDF para Engenharia Agronômica, somente na Docsity!
Acta Scientiae Veterinariae. 31(1): 01- 11, 2003.
REVIEW ARTICLE^ ISSN 1678- Pub. 547
Received: January 2003
Perspectivas para o controle do carrapato bovino
Perspectives for control of bovine tick
Alexandre Trindade Leal 1 , Daniela Reis Joaquim de Freitas 1 & Itabajara da Silva Vaz Jr. 1,
- (^) Este trabalho recebeu apoio financeiro do PADCT, PRONEX, FAPERGS and CNPq. 1 Centro de Biotecnologia do Estado do Rio Grande do Sul - UFRGS. 2 Departamento de Patologia Clínica Veterinária, FAVET/UFRGS. CORRESPONDÊNCIA: Itabajara da Silva Vaz Junior [e-mail: ita@dna.cbiot.ufrgs.br] Centro de Biotecnologia do Estado do Rio Grande do Sul UFRGS. CP. 15005; 91501-970 Porto Alegre, RS - Brasil.
Accepted: February 2003
RESUMO
O carrapato Boophilus microplus é um ectoparasita de bovinos, presente em áreas tropicais e subtropicais na América, África, Ásia e Austrália. O método atual para o controle do carrapato bovino Boophilus microplus é o uso de acaricidas. Porém, este método é caro devido aos custos das drogas e aos da mão de obra exigida para a sua aplicação. Também, existem relatos de carrapatos resistentes a diversos acaricidas. Além disso, os resíduos químicos na alimentação e a poluição ambiental são uma grande preocupação a ser considerada. Para superar estes problemas, métodos alternati- vos não-químicos incluem o uso de animais geneticamente resistentes, o desenvolvimento de vacinas, o gerenciamento de pastagem com alternância de espécies e o controle biológico. Neste momento, a proteção induzida por vacinas não é suficiente para permitir o controle do B. microplus. Entretanto, os resultados sugerem ser possível o uso combinado destes métodos para o controle do carrapato a fim de reduzir o uso de acaricidas químicos.
Descritores: Boophilus microplus, vacina, controle, acaricida.
ABSTRACT
The tick Boophilus microplus is an ectoparasite of bovine, present in tropical and subtropical areas, as America, Asia, Africa and Australia. The current method for the control of the cattle tick B. microplus is the use of chemicals. However, this method is expensive due to the costs of both drugs and to the labor required to apply treatment. Moreover, there are observations of tick isolates resistant to the acaricides. In addition, chemical residues in food and environmental pollution are a major concern nowadays. To overcome these problems alternative non-chemical methods to control the cattle tick are under development. The non-chemical methods include the use of genetically resistant cattle, the develop- ment of vaccines, pasture management, alternate grazing of different species of hosts and biological control. In this moment, the protection induced by vaccination is not enough to permit the control of the B. microplus. However, the results suggest that it is possible to envisage the combined use of these methods for the control of cattle tick in order to reduce the use of chemical acaricides.
Key words: Boophilus microplus, vaccine, control, acaricide.
Introdução
O carrapato Boophilus microplus é um ectoparasita hematófago originário da Ásia, cujo principal hospedeiro é o bovino. Encontra-se amplamente distribuí- do nos grandes rebanhos bovinos da América, África, Ásia e Oceania entre os paralelos 32ºN e 32ºS [36], sendo um dos principais parasitos que afetam a pecuária destas áreas. O B. microplus acarreta diversos danos econô- micos [34], tornando-se o principal alvo de programas de controle e erradicação nos rebanhos da América do Sul [52], pois um carrapato bovino suga, em média, de 2 a 3mL de sangue do seu hospedeiro [26], o que se reflete em grandes perdas na produção de leite e carne [71] e danos no couro causados por reações inflamatórias nos locais de fixação do carrapato [67]. Também, o carrapato pode atuar como vetor de doenças, como a tristeza parasitária bovina, causada por protozoários do gênero Babesia e pela rickétsia do gênero Anaplasma [49, 78]. Além disso, exis- tem diversos prejuízos relacionados à mão-de-obra neces- sária para o controle desse parasita, despesas com instala- ções, compra de equipamentos adequados para aplicação de carrapaticida nos rebanhos e aquisição de carrapaticidas [9]. Estudos recentes na Austrália, calculam uma perda anu- al de 4 milhões de dólares na criação de gado, 49% desta perda devido aos custos do controle do carrapato e 51% devido a perdas na produção de leite, carne e couro [37].
Métodos de controle
O método de controle para o carrapato que mais tem sido utilizado desde a década de 50 é o uso de acaricidas [56]. Apesar de atualmente ser o único método eficaz é também dispendioso, além de poder causar danos ao meio ambiente e à saúde pública, atra- vés da contaminação de rios e solos. Ao longo destas décadas, foram utilizados, seqüencialmente, acaricidas baseados em compostos arsenicais, organoclorados, organofosforados, carbamato, formamidinas e piretróides. A troca dos princípios ativos tem sido uma necessidade devido ao surgimento de populações re- sistentes. Os três mais recentes grupos químicos de produtos contra o carrapato que se encontram dispo- níveis hoje no mercado são: as formamidinas, os piretróides e as avermectinas [29]. Diversos autores têm demonstrado a crescente resistência apresentada por carrapatos a compostos químicos presentes nos carrapaticidas [12]. A resistência para organofosfo- rados tem sido reportada desde 1963, quando foi des-
crito, na Austrália, um caso de resistência para dioxation, carbophenothion, diazinon e carbamyl, [66]. O B. microplus pode apresentar resistência mais rapida- mente que outros carrapatos, presumivelmente, pelo menor período de tempo entre as gerações [40], o que demonstra a necessidade de desenvolver novas for- mas de controle desta espécie. Portanto, devido aos problemas de resistên- cia, ao alto custo dos produtos químicos e da mão-de- obra na aplicação dos produtos, bem como o apareci- mento de resíduos tóxicos na carne e no leite e a con- taminação do ambiente, têm-se procurado novos mé- todos como formas alternativas de controle do carra- pato [53, 56]. Atualmente, os controles biológico e imunológico já constituem parte de programas de con- trole integrado de ectoparasitas, que ainda exigem a utilização de produtos químicos para maior estabilida- de operacional [56].
Controle biológico
Os controles biológicos incluem a seleção de raças menos sensíveis ao carrapato; cultivo de pasta- gens que dificultam a sobrevivência das fases de vida livre [21, 70]; ação de predadores naturais, como a garça vaqueira Egretta ibis [1] e formigas [26]. Espécies parasitas também podem contribuir para a manutenção de baixos níveis populacionais de carrapato. Bactérias, como Escherichia coli , Cedecea lapagei e Enterobacter agglomerans são naturalmen- te encontradas no aparelho reprodutor feminino do car- rapato. Existem relatos de uma diminuição de até 47% na quantidade de ovos postos quando fêmeas ingurgitadas de B. microplus eram imersas em suspen- são de C. lapagei [6]. A utilização de fungos no con- trole do carrapato tem sido muito estudada nos últimos anos, como o fungo entomopatogênico Metarhizium anisopliae, altamente patogênico para o carrapato Ixodes scapularis [79]. Demonstrou-se que os fungos Beauveria bassiana e M. anisopliae induzem uma taxa de mortalidade de aproximadamente 30% em Rhipicephalus appendiculatus adultos alimentados em coelhos, enquanto que M. anisopliae induzem uma mortalidade de 37% em Amblyomma variegatum adul- tos. E estes fungos não perdem sua capacidade de in- fecção sobre o carrapato quando são incubados com acaricida por mais de 5 dias, mantendo o crescimento e suas características morfológicas normais [38]. Experimen- tos in vitro com 12 isolados de M. anisopliae sobre
o que indicou que os anticorpos podem atravessar o epitélio intestinal, e possivelmente reagir com antígenos localizados nos tecidos do meio interno do carrapato [16]. Esses dados foram reforçados pela inoculação de teleóginas com anticorpos monoclonais anti-BYC [BrBm5], que reduziram a taxa de sobrevivência en- tre 5,4% e 60% e o peso de ovos entre 2,5% e 52%, respectivamente, para dose de 10μg e 50μg, demons- trando que os efeitos foram dependentes da concen- tração de anticorpos inoculados [17]. Quando bovinos imunizados com BYC foram desafiados com larvas infestantes houve redução no número de teleóginas, capacidade de postura e na fertilidade dos ovos, com eficácia variando entre 14% e 36% em dois experi- mentos independentes. Os níveis de anticorpos decli- naram gradualmente após a infestação e responde- ram positivamente a um reforço vacinal, aplicado 11 meses após a infestação, indicando a existência de memória imunológica para esse antígeno [17]. Inibidores de tripsina (BmTIs) foram detecta- dos em concentrações variáveis nas diferentes fases de desenvolvimento do B. microplus , indicando um pos- sível papel na interação parasita-hospedeiro. Esses BmTIs, purificados de larvas, tiveram sua atividade inibidora para tripsina comprovada através de zimograma reverso e foram usados como antígeno para imuniza- ção de bovinos [2]. Bovinos foram imunizados com BmTIs e após desafiados com larvas de B. microplus. Os níveis de IgG anti BmTIs, monitorados por ELISA, tiveram seu pico 40 dias após a primeira imunização (título 8.000) e apresentaram diminuição após a infestação, atingindo 50% do título máximo 3 meses após o desafio. A ausência de anticorpos anti-BmTIs nos bovinos usados como controle sugere que esse antígeno não é reconhecido na infestação natural. Os bovinos imunizados apresentaram redução de 67,9% no núme- ro total de carrapatos, 71,3% no peso total de ovos e 69,5% no peso total das fêmeas ingurgitadas, quando comparados aos bovinos controles. Os demais parâmetros (peso dos ovos/número de carrapatos, peso das fêmeas ingurgitadas/ animal, peso dos ovos/peso das fêmeas ingurgitadas) não tiveram diferenças signi- ficativas em relação ao grupo controle. A eficácia final da vacinação com BmTIs foi de 72,8% [2]. Visando melhorar os resultados obtidos com a proteína Bm86, foram desenvolvidos 3 peptídeos sin- téticos derivados dessa glicoproteína de intestino [55]. A partir de análise da Bm86 e da avaliação de algu-
mas propriedades da proteína, como potencial hidrofóbico e hidrofílico, foram definidos três possí- veis determinantes imunogênicos com 14 a 15 aminoácidos. Bovinos foram imunizados com os peptídeos sintetizados e após infestados com 1.500 lar- vas de B. microplus. Anticorpos (IgG) gerados con- tra os peptídeos sintéticos atingiram títulos entre 400 e 2.400, obtidos após 2 ou 3 imunizações e reconhece- ram a proteína Bm86 in situ , especialmente no interi- or dos vacúolos digestivos. Os resultados da infestação experimental demonstraram uma eficácia de 72.4%, 81.05% e 35.87% nos bovinos imunizados com peptí- deo A (SBm4912), B (SBm7462) e C (SBm19733), respectivamente [55]. O potencial imunogênico da vitelina, principal proteína de reserva do ovo, foi avaliado em experimen- tos de imunização, usando ovinos como modelo experi- mental [73]. A espécie ovina tem sido utilizada como modelo para identificação e avaliação de novos antígenos. No referido estudo, foram avaliadas duas glicoproteínas derivadas do complexo vitelina, uma de 87 kDa (VIT87) e outra de 80 kDa (GP80), purificadas a partir de ovos e larvas, respectivamente. VIT 87 e GP80 foram idênticas em no mínimo 11 resíduos de aminoácidos na extremidade aminoterminal, demons- trando serem altamente relacionadas, porém não idên- ticas [73]. Ovinos imunizados com VIT87 ou GP80 fo- ram desafiados com 10 fêmeas e 10 machos de carra- patos adultos. A eficácia global da imunização, mensurada pela redução no número de larvas após um ciclo completo, foi de 68% com VIT87 e 66% com GP80. No mesmo estudo, os autores relataram a avali- ação de uma GP80 expressa em E. coli. Entretanto, os resultados obtidos em ovinos imunizados com a proteí- na recombinante não apresentaram diferenças signifi- cativas em relação ao grupo controle. Esse resultado pode estar relacionado a ausência de glicosilação ou a estrutura terciária incorreta da proteína recombinante obtida em E. coli [73]. Tendo em vista que os antígenos estudados até o momento são glicoproteínas, a ausên- cia de glicosilação das proteínas heterólogas obtidas em sistema procariota é um problema potencial no desen- volvimento vacinas recombinantes contra o B. microplus. Porém, essa dificuldade pode ser contorna- da pela utilização de um sistema de expressão eucarioto. Outra metodologia utilizada é a produção de anticorpos monoclonais, que têm sido uma valiosa ferramenta na caracterização de antígenos envolvi-
dos na resposta protetora contra parasitas [39]. Além de auxiliar no estudo da fisiologia do carrapato, a iden- tificação e caracterização de proteínas alvo de monoclonais auxilia a identificação e avaliação do potencial vacinal de novos antígenos. Um anticorpo monoclonal (denominado BrBm2), produzido a partir de extrato de intestino de B. microplus , reduziu em até 70% a capacidade de ovoposição e aumentou a mortalidade de teleóginas inoculadas na hemocele [74]. Esses efeitos foram dependentes da concentração de anticorpos inoculada. Outros monoclonais (BrBm1, BrBm3 e BrBm4) foram produzidos a partir da imunização de camundongos com extrato de embrião. O BrBm1 reage com antígenos presentes em diferentes tecidos e afetou a postura em aproximadamente 50%, en- quanto BrBm3 e BrBm4 reconhecem a proteína vitelina e não afetaram a eficiência reprodutiva [74].
Antígenos relacionados a funções biológicas definidas
Além dos antígenos já avaliados imunologica- mente, descritos anteriormente, várias moléculas en- volvidas na fisiologia do carrapato e sua interação com o hospedeiro têm sido descritas por diversos grupos de pesquisa, o estudo dessas proteínas pode permitir a identificação de novos antígenos para vacinas. Braz et al. [5], demonstraram que o B. microplus não sintetiza heme, obtendo da hemoglobina do hospedeiro o heme necessário para o seu desen- volvimento. Como conseqüência disso, o carrapato bovino desenvolveu, ao longo de sua evolução, meca- nismos para obtenção e reciclagem de heme. A exis- tência destes mecanismos foi comprovada pela purifi- cação e caracterização de uma aspártico proteinase ligadora de heme [69]. Esta proteína, denominada THAP (Tick Heme-binding Aspartic Proteinase) foi o primeiro relato de uma proteinase capaz de ligar heme e ter sua atividade regulada por esta molécula. Apa- rentemente, o substrato natural dessa proteína é a vitelina, que no caso do carrapato, também é uma hemeproteína. A THAP apresenta um único sítio de ligação de heme, distinto do sítio catalítico, e que reco- nhece os resíduos de ácido propiônico laterais do anel porfirínico. A adição de heme ao meio de incubação inibe a hidrólise da vitelina pela THAP, demonstrando que a enzima é regulada pela disponibilidade de heme. Essa regulação é um provável mecanismo de controle do stress oxidativo gerado pela degradação de heme
[69]. Experimentos in vitro para mensurar a capaci- dade de ligação de heme a vitelina, demonstraram que cada molécula de vitelina é capaz de ligar até 31 mo- léculas de heme, reforçando a teoria de controle do stress oxidativo [45]. No mesmo estudo, os autores apresentaram evidências de que a vitelina é a princi- pal reservatório de heme que, além de fornecer heme para o desenvolvimento embrionário durante sua de- gradação, liga-se a qualquer molécula de heme livre que exceda a quantidade necessária para o desenvol- vimento embrionário [45]. Glutationa S-transferase (GSTs) é uma família multi-funcional de enzimas presentes em animais e ve- getais. Suas funções incluem transporte intracelular, participação em processos digestivos, síntese de prostaglandinas e, principalmente, na detoxificação de substâncias tóxicas e na proteção ao stress oxidativo [44, 61]. Altos níveis de expressão de GST têm sido relacionados à resistência a inseticidas em vários orga- nismos [61], além de estar associada a reações alérgi- cas mediadas por IgE [54]. Em B. microplus a GST foi isolada de larvas [30] e de glândula salivar [61]. Entre- tanto, ainda não foram demonstradas evidências correlacionando a expressão de GST a resistência frente aos acaricidas. Uma GST clonada a partir de uma bibli- oteca de cDNA de glândula salivar de partenógina foi usada para expressão de GST recombinante, que apre- sentou atividade enzimática contra o substrato CDNB. Ensaios de RT-PCR com tecidos de B. microplus, indi- caram que os sítios de síntese de BmGST são glândulas salivares e intestino de partenógina e teleógina [61]. Uma cisteíno endopeptidase degradadora de vitelina (VTDCE) foi purificada e caracterizada a partir de ovos de B. microplus [68]. Essa enzima é naturalmente associada à vitelina, sendo ativada por acidificação. Essa atividade foi demonstrada em larvas não alimentadas, ová- rios e ovos de fêmeas ingurgitadas, sugerindo um impor- tante papel na embriogênese do carrapato bovino [68]. Assim como a BYC, o envolvimento na embriogênese as- sociado à capacidade imunogênica fazem dessa cisteí- no endopeptidase um antígeno potencial, que poderia ser utilizado em associação com a BYC [68]. Anteriormente, uma cisteíno endopeptidase recombinante já havia sido obtida de uma biblioteca de cDNA de larva de carrapato [58]. A expressão do clone em E. coli permitiu a obtenção da proteína recombinante (BmCL1), que foi capaz de hidrolisar diferentes substratos sintéticos assim como, hemoglo-
Os estudos realizados até o momento justifi- cam a confiança sobre a viabilidade do desenvolvi- mento de uma vacina e ou de controle biológico. Po- rém, uma vacina com reais possibilidades de substituir o uso de acaricidas ainda não está disponível. Por isto, até o momento em que os controles imunológico ou biológico sejam uma realidade totalmente prática, é importante o estudo dos mecanismos que permitem aos carrapatos desenvolverem resistência aos produ- tos químicos. Desta maneira poderemos compreen- der as bases moleculares da resistência, criar méto- dos e orientar práticas de manejo que permitam pro- longar a vida útil dos princípios ativos em uso, além de desenvolver drogas menos sensíveis ao desenvolvimen- to de resistência pelos carrapatos.
Base molecular da resistência aos acaricidas
A base molecular da resistência tem sido es- tudada em diferentes espécies de artrópodes, princi- palmente em insetos. Mecanismos de resistência, como redução da penetração do inseticida, aumento do po- der seqüestrante de compostos tóxicos e aumento da detoxificação tornam os inseticidas menos efetivos, fazendo com que seja necessário o aumento de dosificação. Três famílias de proteínas são as princi- pais responsáveis pelo metabolismo de inseticidas: os citocromos P450, as carboxilesterases (COEs) e as glutationa S-transferases (GSTs) [57]. As proteínas destas famílias também estão envolvidas na síntese e na quebra de vários metabólitos endógenos, na prote- ção contra o stress oxidativo, na transmissão de sinais nervosos e no transporte celular [31]. A resistência a inseticidas pode resultar de mu- danças na seqüência ou na conformação de proteínas que normalmente se ligariam a estes compostos [31]. A resistência a ciclodienos está relacionada a mutações de um receptor do neurotransmissor GABA, para organofosforados e carbamatos a mutações no sítio ati- vo da acetilcolinesterase e a amplificação do gene de esterases, para DDT e piretróides a mutações ligadas ao gene de um canal de sódio e ao citocromo P450. Muta- ções em genes de esterases em moscas domésticas tam- bém estão associadas a resistência a organofosforados [57]. As mesmas mutações que causam resistência a um mesmo princípio ativo são encontradas em diferentes espécies de insetos, indicando que o uso dos produtos químicos causa uma pressão ambiental que seleciona mu- tações nos diferentes genes [7].
Especificamente, para piretróides foram de- tectadas resistências por diminuição da sensibilidade aos produtos químicos e por aumento da capacidade de detoxificação celular. Alterações nos canais de sódio causam redução na sensibilidade do sistema ner- voso central aos princípios ativos [48], e mutações que afetam a expressão dos genes dos citocromos P450, esterases e glutationa S-transferase são responsáveis pelo aumento da capacidade das células de elimina- rem os princípios ativos [7]. Em B. microplus existem poucos estudos sobre a caracterização dos genes responsáveis pela resistência a diferentes princípios químicos. Existe correlação de enzimas da família das esterases com a resistência a piretróides [19]. No carrapato apenas os genes de esterase [10; 11], carboxil- esterase [32], acetil-colinesterase [4], de citocromo P450 [13] e canal de sódio [30], que em outros organismos estão relaci- onados com a resistência a piretróides, foram parcialmente estudados para determinar a real participação de seus pro- dutos na resistência aos princípios químicos. Ainda sim, di- versos trabalhos mostram a resistência de populações B. microplus a diferentes pesticidas [20; 40]. A maior parte das populações de B. microplus no mundo são resistentes a organofosforados [11] e piretróides. Já foi identificada resis- tência a amitraz, um acaricida do grupo das formamidinas que age sobre receptores de octopamina, resultando em hiperexcitação neuronal e morte [72], em diversas popula- ções de carrapato [51]. Novos acaricidas estão sendo testa- dos no mercado, entre eles as lactonas macrocíclicas, que agem como bloqueadores da estimulação neural por se liga- rem ao neurotransmissor GABA [72], o inibidor de desen- volvimento de carrapato flurazuron e fipronil. Como são re- lativamente novos no mercado, nenhum caso de resistência relevante ainda foi detectado [62]. Atualmente, a determinação da resistência em carrapatos é feita por testes biológicos a campo ou em laboratório. Os testes baseiam-se na utilização do carrapaticida em diferentes concentrações e na ob- servação da eficiência do princípio ativo em diminuir a população de carrapatos. Guerrero et al. [27], atra- vés da técnica de PCR, conseguiram diagnosticar, em linhagens mexicanas de B. microplus, mutações por substituição de dois aminoácidos de uma proteína de canal de sódio. Essas mutações, substituições de Phe para Ile e Asp para Asn são responsáveis por conferir a estas linhagens de carrapato resistência a piretróides. A identificação e caracterização dos genes de B. microplus que estão envolvidos na resistência a
carrapaticidas, através da determinação do seu papel sobre a resistência e o estabelecimento de métodos que possam detectar sua presença em amostras de campo poderão fornecer uma importante ferramenta para o monitoramento da presença de resistência ao princípio ativo em populações de carrapatos a campo.
Conclusão
Concluindo, os problemas de resistência, o alto custo dos produtos químicos e da mão-de-obra na aplicação dos produtos, bem como o aparecimento de
resíduos tóxicos na carne e no leite e a contaminação do ambiente, levaram à procura de métodos biológi- cos e imunológicos como formas alternativas de con- trole do carrapato, entretanto estes métodos ainda não satisfazem completamente as necessidades da pecu- ária, por isto uma alternativa em curto prazo é o me- lhor uso dos acaricidas. Além disso, uma melhor com- preensão da biologia do carrapato é essencial para o desenvolvimento tanto, de novas drogas químicas como para vacinas e produtos biológicos.
REFERÊNCIAS
1 Alves-Branco F.P., Echevarria F.A.M. & Siqueira A.S. 1983. Garça vaqueira Egretta ibis e o controle biológico do carrapato Boophilus microplus. Comunicado Técnico da EMBRAPA. 1: 1-4. 2 Andreotti R., Gomes A., Malavazi-Piza K.C., Sasaki S.D., Sampaio C.A. & Tanaka A.S. 2002. BmTI antigens induce a bovine protective immune response against Boophilus microplus tick. International Immunopharmacology. 2: 557-563. 3 Bastiani M., Hillebrand S., Horn F., Kist T.B., Guimaraes J.A. & Termignoni C. 2002. Cattle tick Boophilus microplus salivary gland contains a thiol-activated metalloendopeptidase displaying kininase activity. Insect Biochemical and Molecular Biology. 32: 1439-1446. 4 Baxter G. D. & Barker, S. C. 2002. Analysis of the sequence and expression of a second putative acetylcholinesterase cDNA from organophosphate-susceptible and organophosphate-resistant cattle ticks. Insect Biochemical and Molecular Biology. 32: 815-820. 5 Braz G.R., Moreira M.F., Masuda H. & Oliveira P.L. 2002. Rhodnius heme-binding protein (RHBP) is a heme source for embryonic development in the blood-sucking bug Rhodnius prolixus (Hemiptera, Reduviidae). Insect Biochemical and Molecular Biology. 32: 361-367. 6 Brum J.G.W. 1988. Infecção em teleóginas de Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) por Cedecea lapagei Grimont et al ., 1981: etiopatogenia e sazonalidade. 200p. Tese (Doutor em ciências). Instituto de Biologia. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, R.J. 7 Casida J.E. & Quistad G.B. 1998. Golden age of insecticide: Past, Present, or Future? Annual Review of Entomology. 43:1-16. 8 Coppolino M.G., & Dedhar S. 1998. Molecules in focus: calreticulin. The International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 30: 553-558. 9 Cordovés C.O. 1999. Carrapato: controle ou erradicação. Alegrete: Editora Gralha, 130 p. 10 Cossio-Bayugar R., Barhoumi R., Burghardt, R.C., Wagner G.G. & Holman P.J. 2002. Basal cellular alterations of esterase, glutathione, glutathione S-transferase, intracellular calcium and membrane potenctials in coumaphos-resistant Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) cell lines. Pesticide Biochemistry and Physiology. 72: 1-9. 11 Cossio-Bayugar R., Wagner G.G. & Holman P.J. 2002. In vitro generation of organophosphate resistant Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) cell lines. Journal of Medical Entomology. 39: 278-284. 12 Crampton A.L., Baxter G.D. & Barker S.C. 1999. Identification and characterisation of a cytochrome P450 gene and processed pseudogene from an arachnid: the cattle tick, Boophilus microplus. Insect Biochemical and Molecular Biology. 29: 377-384. 13 Crampton A.L., Miller C., Baxter G.D. & Barker S.C. 1998. Expressed sequenced tags and news genes from the cattle tick, Boophilus microplus. Experimental and Applied Acarology. 22: 177-186. 14 Da Costa GL, Sarquis M.I., De Moraes A.M. & Bittencourt V.R. 2002. Isolation of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae var. anisopliae from Boophilus microplus tick (Canestrini, 1887), in Rio de Janeiro State, Brazil. Mycopathologia. 154: 207-209.
39 Kelly, E.A.B., Colley, D.G. 1988. In vivo effects of monoclonal anti-l3t4 antibody on immune responsiveness of mice infected with Schistosoma-mansoni - reduction of irradiated cercariae-induced resistance. Journal of Immunology. 140:2737-2745. 40 Sabatini G.A., Kemp D.H., Hughes S., Nari A. & Hansen J. 2001. Tests to determine LC50 and discriminating doses for macrocyclic lactones against the cattle tick, Boophilus microplus. Veterinary Parasitology. 95: 53- 41 Kocan K.M. 1995. Targeting ticks for control of selected haemoparasitic diseases of cattle. Veterinary Parasitology. 57: 121-151. 42 Kovacs H., Campbell I.D., Strong P., Johnson S., Ward F.J., Reid K.B.M. & Eggleton, P. 1998. Evidence that C1q binds specifically to C (^) H2-like immunoglobulin g motifs present in the autoantigen calreticulin and interferes with complement activation. Biochemistry. 37: 17865-17874. 43 Laclette J.P., Shoemaker C.B., Richter D., Arcos L., Pante N., Cohen C., Bing D. & Nicholson-Weller A. 1992. Paramyosin inhibits complement C1. The Journal of Immunology. 148: 124-128. 44 Lee A.J., Huntley J., Van den Broek A., Coates D. & Isaac R.E. 2002. Expression and characterisation of a Psoroptes ovis glutathione S-transferase. Veterinary Parasitology. 105: 49-63. 45 Logullo C., Moraes J., Dansa-Petretski M., Da Silva Vaz Jr. I., Masuda A., Sorgine M.H., Braz G.R., Masuda, H. & Oliveira, P.L. 2002. Binding and storage of heme by vitellin from the cattle tick, Boophilus microplus. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 32: 1805-1811. 46 Logullo C., Da Silva Vaz Jr. I., Sorgine M.H.F., Paiva-Silva G.O., Faria F.S., Zingali R., Rosa de Lima M., Abreu L., Oliveira E.F., Alves E.W., Masuda H., Gonzales J.C., Masuda A. & Oliveira P.L. 1998. Isolation of an aspartic proteinase precursor from the egg of a hard tick, Boophilus microplus. Parasitology. 116: 525-532. 47 Maroto, M., Arredondo, J.J., San Roman, M., Marco, R. & Cervera, M. 1995. Analysis of the paramyosin/miniparamyosin gene. The Journal of Biological Chemistry 270: 4375-4382. 48 Martinez-Torres D., Chandre F., Williamson M.S., Darriet F., Bergé J.B., Devonshire A.L., Guillet P., Pasteur N. & Pauron, D. 1998. Molecular characterization of pyrethroid knockdown resistance ( kdr ) in the major malaria vector Anopheles gambiae s.s. Insect Molecular Biology. 7: 189-184. 49 Gonçalves P.M., Passos L. M. F & Ribeiro M. F. B. 1999. Detection of IgM antibodies against Babesia bovis in cattle. Veterinary Parasitology. 82: 11-17. 50 Michalak, M., Milner, R.E., Burns, K., Opas, M. 1992. Calreticulin. Biochemical Journal. 285, 681-692. 51 Miller, R.J., Davey, R.B., George, J.E. 2002. Modification of the food and agriculture organization larval packet test to measure amitraz-susceptibility against ixodidae. Journal of Medical Entomology. 39: 645-651. 52 Nari A. 1995. Strategies for the control of one-host ticks and relationship with tick-borne diseases in South America. Veterinary Parasitology. 57: 153-165. 53 Nolan J. 1985. Mechanisms of resistance to chemicals in arthropod parasites of veterinary importance. Veterinary Parasitology. 18: 155-166. 54 O’Neill G.M., Donovan G.R. & Baldo B.A. 1994. Cloning and characterization of a major allergen of the house dust mite, Dermatophagoides pteronyssinus , homologous with glutathione S-transferase. Biochimica et Biophysica Acta. 1219: 521-528. 55 Patarroyo J.H., Portela R.W., De Castro R.O., Pimentel J.C., Guzman F., Patarroyo M.E., Vargas M.I., Prates A.A. & Mendes M.A. 2002. Immunization of cattle with synthetic peptides derived from the Boophilus microplus gut protein (Bm86). Veterinary Immunology and Immunopathology. 88: 163-172. 56 Pruett J.H. 1999. Immunological control of arthropods ectoparasites - a review. International Journal for Parasitology 29: 25-32. 57 Ranson H., Claudianos C., Ortelli F., Abgrall C., Hemingway J., Sharakhova M.V., Unger M.F., Collins F.H. & Feyereisen R. 2002. Evolution of supergene families associated with insecticide resistance. Science. 298: 179-181. 58 Renard G., Garcia J.F., Cardoso F.C., Richter M.F., Sakanari J.A., Ozaki L.S., Termignoni C. & Masuda, A. 2000. Cloning and functional expression of a Boophilus microplus cathepsin L-like enzyme. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 30: 1017-1026. 59 Renard G., Lara F.A., de Cardoso F.C., Miguens F.C., Dansa-Petretski M., Termignoni C. & Masuda A. 2002. Expression and immunolocalization of a Boophilus microplus cathepsin L-like enzyme. Insect Molecular Biology. 11: 325-328. 60 Riding G.A., Jarmey J., Makenna R.V., Pearson R., Cobon G.S. & Willadsen P. 1994. A protective “concealed” antigen from Boophilus microplus. Purification, localization, and possible function. Journal of Immunology. 153: 5158-5166.
Pub. 547
61 Rosa de Lima M.F., Sanchez Ferreira C.A., Joaquim de Freitas D.R., Valenzuela J.G. & Masuda, A. 2002. Cloning and partial characterization of a Boophilus microplus (Acari: Ixodidae) glutathione S-transferase. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 32: 747-754. 62 Sabatini G.A., Kemp D.H., Hughes S., Nari A. & Hansen J. 2001. Tests to determine LC50 and discriminating doses for macrocyclic lactones against the cattle tick, Boophilus microplus. Veterinary Parasitology. 95: 53-62. 63 Samish M. & Glazer, I. 2001. Entomopathogenic nematodes for the biocontrol of ticks. Trends in Parasitology. 17: 368-
64 Sanders M.L., Glass G.E., Nadelman R.B., Wormser G.P., Scott A.L., Raha S., Ritchie B.C., Jaworski D.C. & Schwartz B.S. 1999. Antibody levels to recombinant tick calreticulin increase in humans after exposure to Ixodes scapularis (Say) and are correlated with tick engorgement indices. Americam Journal of Epidemiology. 149, 777-784. 65 Sanders M.L., Jaworski D.C., Sanchez J.L., DeFraites R.F., Glass G.E., Scott A.L., Raha S., Ritchie B.C., Needham G.R. & Schwartz, B. S. 1998. Antibody to a cDNA-derived calreticulin protein from Amblyomma americanum as a biomarker of tick exposure in humans. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 59: 279-285. 66 Seddon H.R. 1967. In: Diseases of Domestic Animals in Australia, Part 3, Arthropod Infestations, Ticks and Mites. Ed. and revised: H.E. Albiston, Commonwealth of Australia, Dept. Health, Canberra. p.40. 67 Seifert G.W., Springell P.H. & Tatchell R.J. 1968. Radioactive studies on the feeding of larvae, nymphs and adults of the cattle tick Boophilus microplus (Canestrini). Parasitology. 58: 415-430. 68 Seixas A., Dos Santos P.C., Velloso F.F., Da Silva Vaz Jr. I., Masuda A., Horn F. & Termignoni C. 2003. A Boophilus microplus vitellin-degrading cysteine endopeptidase. Parasitology. 126: 155-163. 69 Sorgine M.H., Logullo C., Zingali R.B., Paiva-Silva G.O., Juliano L. & Oliveira P.L. 2000. A heme-binding aspartic proteinase from the eggs of the hard tick Boophilus microplus. Journal of Biological Chemistry. 275: 28659-28665. 70 Sutherst R.W., Jones R.J., Schnitzerling H.J. 1982. Tropical legumes of the genus Stylosanthes immobilize and kill cattle ticks. Nature. 295: 320-321. 71 Sutherst R.W., Maywald G.F., Kerr J.D. & Siegeman D.A. 1983. The effect of the cattle tick ( Boophilus microplus ) on the growth of Bos indicus x Bos taurus steers. Australian Journal of Agricultural Research. 34: 317-327. 72 Taylor M.A. 2001. Recent developments in ectoparasiticides. The Veterinay Journal. 161: 253-268. 73 Tellam R.L., Kemp D., Riding G., Briscoe S., Smith D., Sharp P., Irving D. & Willadsen, P. 2002. Reduced oviposition of Boophilus microplus feeding on sheep vaccinated with vitellin. Veterinary Parasitology. 103: 141-156. 74 Toro-Ortiz R.D., Da Silva Vaz Jr., I., Gonzales J.C. & Masuda, A. 1997. Monoclonal antibodies against Boophilus microplus and their effects on tick reproductive efficiency. Veterinary Parasitology. 69: 297- 75 Trimnell A.R., Hails R.S. & Nuttall P.A. 2002. Dual action ectoparasite vaccine targeting ‘exposed’ and ‘concealed’ antigens. Vaccin.e 20: 3560-3568. 76 Wikel S.K. 1996. Tick Modulation of Host Cytokines. Experimental Parasitology. 84: 304- 77 Willadsen P., Cobon G. & McKenna R.V. 1996. Comparative vaccination of cattle against Boophilus microplus with recombinant antigen Bm86 or in combination with recombinant Bm91. Parasite Immunology. 18: 241-246. 78 Young A.S. & Morzaria S.P. 1986. Biology of Babesia. Parasitology Today. 2: 211-219. 79 Zhioua E., Browning M., Johnson P.W., Ginsberg H.S. & Lebrun R.A. 1997. Pathogenicity of the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae (Deuteromycettes) to Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Journal for Parasitology. 83: 815-818.
