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INFORME DE PRÁCTICA N°8 y 9: Métodos de diagnóstico de enterobacterias. Coprocultivo.Métodos de diagnóstico parasitológico: Directo, Baermann, Telemann, Test de Graham. Observación de los parásitos estudiados (Fasciola hepática, Ascaris Lumbricoides, Enterobius vermicularis, Giardia lamblia, Entamoeba coli, Cryptosporidium spp)
I. Introducción: -Las enfermedades infecciosas gastrointestinales continúan representando un importante desafío para la salud pública, especialmente en contextos de escaso acceso a servicios básicos de agua y saneamiento. Dentro de estas patologías, las causadas por bacterias del grupo de las enterobacterias y por diversos parásitos intestinales mantienen una alta prevalencia, afectando principalmente a niños, personas inmunocomprometidas y comunidades rurales. Frente a este escenario, el diagnóstico oportuno y certero se convierte en una herramienta crucial, no solo para la atención clínica del individuo afectado, sino también para la implementación de estrategias de control epidemiológico (González et al., 2022).
Las enterobacterias, como Escherichia coli , Salmonella spp. y Shigella spp. , son bacterias gramnegativas que colonizan el intestino humano, algunas de ellas formando parte de la microbiota normal, mientras que otras actúan como patógenos oportunistas o primarios. Estas bacterias son capaces de provocar desde infecciones diarreicas leves hasta cuadros severos como disentería, fiebre entérica y septicemia. El estudio microbiológico de estas especies incluye cultivos en medios selectivos como el agar MacConkey, que permite diferenciar bacterias fermentadoras y no fermentadoras de lactosa mediante cambios de color en el medio, junto con pruebas bioquímicas como la producción de gas, el consumo de glucosa y el uso de reactivos como Covax para la identificación presuntiva (Ramírez & Luján, 2023).
En paralelo, los parásitos intestinales constituyen otra causa frecuente de enfermedades digestivas. Organismos como Fasciola hepática , Ascaris lumbricoides , Enterobius vermicularis , Giardia lamblia , Entamoeba coli y Cryptosporidium spp. son responsables de infecciones que van desde molestias leves hasta daños severos en órganos como el hígado o el sistema inmunológico. La identificación parasitológica se basa en técnicas que permiten la observación directa o por concentración de formas evolutivas como huevos, larvas, trofozoítos y quistes. Entre los métodos más comunes destacan la técnica directa, el método de Baermann (útil para larvas móviles), el método de Telemann (que concentra por sedimentación) y el test de Graham, especialmente indicado para detectar E. vermicularis (Martínez & Ríos, 2021).
Además del diagnóstico, estos métodos permiten conocer aspectos fisiológicos y morfológicos de los microorganismos que refuerzan el conocimiento de su ciclo vital, patogenicidad y mecanismos de evasión del sistema inmune humano. Así, cada examen no es solo una prueba de laboratorio, sino un viaje microscópico al interior de un ecosistema invisible que influye profundamente en la salud colectiva. En ese sentido, comprender la utilidad, ventajas y limitaciones de cada técnica diagnóstica no solo mejora la práctica clínica, sino que también cultiva una mirada crítica y científica frente a los fenómenos infecciosos (Zambrano et al., 2022).
II. Materiales y Métodos:
● Portaobjetos y cubreobjetos ● Microscopio óptico
● Asa bacteriológica estéril
● Agar MacConkey
● Reactivo de Kovacs
● Cultivos bacterianos de E. coli , Salmonella spp. y Shigella spp.
● Muestras fecales humanas simuladas (modelo educativo)
● Portaobjetos con muestras de parásitos: Fasciola hepática , Ascaris lumbricoides , Enterobius vermicularis , Giardia lamblia , Entamoeba coli , Cryptosporidium spp.
Procedimientos realizados:
A. Diagnóstico de enterobacterias
- Cultivo en agar MacConkey Se tomó una pequeña cantidad del cultivo puro con el asa bacteriológica estéril y se sembró en placas de agar MacConkey utilizando la técnica de estría por agotamiento. Las placas se incubaron a 37°C durante 24 horas. Este medio permitió observar la fermentación de lactosa: las colonias rosadas indican bacterias fermentadoras ( E. coli ), mientras que las incoloras o ámbar corresponden a no fermentadoras ( Salmonella , Shigella ).
- Prueba de indol (Reactivo de Kovács): en caldos triptona inoculados se añadió el reactivo. Un anillo morado en la superficie indicó resultado positivo ( E. coli ); Salmonella y Shigella fueron negativas.
- Producción de gas Se utilizaron tubos con campana de Durham en medios con glucosa. La producción de burbujas indicó liberación de gas por metabolismo fermentativo, como ocurre con E. coli y Salmonella.
- Consumo de glucosa (prueba de cambio de color) En medios con glucosa y un indicador de pH, se observó si las bacterias metabolizaban la glucosa. El cambio de color (usualmente de rojo a amarillo) indicó acidificación del medio por la producción de ácidos, señal de metabolismo activo.
- Prueba de TSI (Triple Sugar Iron): Se inoculó medio TSI con asa recta (picado y estría). Se incubó a 37 °C por 18–24 horas. Se evaluaron los resultados de fermentación de glucosa, sacarosa y lactosa, producción de gas y de sulfuro de hidrógeno (H₂S), observando virajes de color y formación de precipitados negros.
B. Diagnóstico parasitológico
- Método de Telemann Se mezcló la muestra con éter y formol en un tubo, se agitó vigorosamente y se centrifugó. El sedimento fue colocado en un portaobjetos para observar huevos y quistes concentrados. Este método aumenta la sensibilidad diagnóstica.
- Test de Graham (cinta adhesiva) Se aplicó cinta adhesiva transparente en la región perianal simulada de un modelo educativo, se pegó sobre un portaobjetos y se observó al microscopio. Permite detectar los huevos de Enterobius vermicularis , depositados en esa zona durante la noche.
- Observación de preparados parasitológicos Se observaron al microscopio preparados fijos con los siguientes parásitos:
○ Fasciola hepática (huevo grande y operculado)
○ Ascaris lumbricoides (huevo mamelonado y redondeado)
En el análisis bacteriológico, el cultivo en agar MacConkey permitió distinguir enterobacterias fermentadoras y no fermentadoras de lactosa. Escherichia coli , como fermentadora, produjo colonias rosadas, mientras que Salmonella y Shigella formaron colonias incoloras o ámbar, resultado coherente con su perfil metabólico (Paredes & Villacorta, 2020). La prueba de indol, mediante el reactivo de Kovács, confirmó la capacidad de E. coli para degradar triptófano en indol, evidenciado por un anillo morado en la superficie del medio. Esta reacción es característica y diagnóstica para dicha especie (Ramírez & Luján, 2023).
La prueba de producción de gas y consumo de glucosa permitió observar la fermentación activa por parte de E. coli y Salmonella , indicando su capacidad de generar ácido y gas como subproductos metabólicos. Estos resultados fueron confirmados con el uso del medio TSI (Triple Sugar Iron), el cual proporcionó un análisis más integral del metabolismo bacteriano. E. coli mostró fermentación de múltiples azúcares con producción de gas, Salmonella fermentó glucosa con formación de H₂S, y Shigella presentó una respuesta limitada sin producción gaseosa ni precipitado. El patrón de reacción en el TSI permite clasificar bioquímicamente estas bacterias y es fundamental en su diagnóstico diferencial (Herrera et al., 2021).
En el componente parasitológico, se aplicaron métodos directos y de concentración. El examen directo permitió visualizar trofozoítos y quistes, especialmente de protozoarios como Giardia lamblia y Entamoeba coli , mientras que los métodos de concentración (Baermann y Telemann) mejoraron la recuperación de formas larvarias y huevos de helmintos. El método de Baermann, aunque más empleado en nematodos como Strongyloides , permitió entender el principio de migración larvaria por gravedad y temperatura. El método de Telemann, por otro lado, demostró ser eficaz para recuperar estructuras pesadas como los huevos de Ascaris lumbricoides y Fasciola hepática (Martínez & Ríos, 2021).
La observación de preparados fijos permitió familiarizarse con las estructuras morfológicas características de parásitos intestinales, enriqueciendo la competencia clínica y diagnóstica del estudiante. Este conjunto de técnicas, aplicadas de forma complementaria, demuestra que un enfoque integral y bien ejecutado permite una identificación más precisa y oportuna de los agentes etiológicos, aspecto fundamental para establecer tratamientos adecuados y prevenir complicaciones (Zambrano et al., 2022).
V. Conclusión: -Los métodos aplicados permitieron diferenciar efectivamente enterobacterias patógenas, observar sus propiedades bioquímicas y evaluar su comportamiento metabólico en medios selectivos. De igual manera, las técnicas parasitológicas implementadas ofrecieron un panorama integral de los parásitos intestinales más comunes, favoreciendo su identificación por características morfológicas. La integración de estos métodos en la práctica clínica es fundamental para un abordaje diagnóstico certero, rápido y efectivo, lo que repercute directamente en la mejora de la atención sanitaria y la vigilancia epidemiológica.
VI. Referencias Bibliográficas: González, M., Torres, L., & Quispe, R. (2022). Diagnóstico microbiológico de infecciones intestinales en comunidades rurales peruanas. Revista de Ciencias Biomédicas, 14(2), 102–115.
Herrera, S., Pino, F., & Ramos, J. (2021). Epidemiología y diagnóstico diferencial de enterobacterias en población pediátrica. Revista Peruana de Medicina Tropical, 28(3), 189–198.
Martínez, A., & Ríos, C. (2021). Técnicas de laboratorio para el diagnóstico de parásitos intestinales: una revisión práctica. Parasitología Clínica Latinoamericana, 6(1), 34–42.
Paredes, L., & Villacorta, Y. (2020). Medios de cultivo selectivos y diferenciales para enterobacterias en laboratorios hospitalarios. Revista de Microbiología Aplicada, 10(1), 25–30.
Ramírez, V., & Luján, N. (2023). Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias entéricas: fundamentos y aplicaciones clínicas. Microbiología Diagnóstica, 15(1), 77–88.
Soto, G., Lozano, M., & Arévalo, C. (2022). Valor diagnóstico de métodos parasitológicos en zonas tropicales del Perú. Revista de Salud Pública y Enfermería, 12(4), 205–212.
Zambrano, H., Méndez, L., & Contreras, J. (2022). Importancia del diagnóstico parasitológico en la atención primaria de salud. Ciencias de la Salud y Biomedicina, 7(2), 90–98.
● Portaobjetos y cubreobjetos
● Microscopio óptico
● Coloraciones (Gram y Tinta China)
● Guantes, bata, máscara, alcohol 70%
✅ Métodos:
➥ Primero, se reciben las muestras de LCR recogidas bajo procedimiento estéril de punción lumbar. ➥ Posteriormente, se observa macroscópicamente el color, la turidez o cualquier alteraciones en el LCR. ➥ A continuación, bajo condiciones de asepsia, se toman alícuotas para preparar frotis en portaobjetos. ➥ Finalmente, se fija el frotis y se procede a aplicar coloraciones: Gram , para detectar bacterias como Neisseria spp. , y Tinta China , destinado a evidenciar cápsulas de Cryptococcus neoformans. ➥ Por último, se observa al microscopio óptico con objetivo de 100x (inmersión en aceite) para detectar las características de los agentes patógenos.
III. RESULTADOS
Tras el procedimiento de laboratorio, en las muestras de LCR se evidenciaron las siguientes alteraciones:
➥ Color:
● Un tubo de LCR estaba turbio, de color amarillento, lo cual puede estar relacionado con una meningitis purulenta , generalmente de origen bacteriano.
● Otra muestra presentaba una tonalidad más clara pero ligeramente turbia , lo cual podría sugerir una meningitis micótica o viral.
➥ Posibles agentes:
● Por coloraciones de Gram, se pudieron detectar diplococos gramnegativos en forma de grano de café , características de Neisseria spp. (Rodríguez & López, 2021).
● Por Tinta China, aparecieron partículas rodeadas de cápsula, lo cual corresponde a Cryptococcus neoformans (Jiménez et al., 2021).
➥ La muestra amarilla turbia se relacionó así con meningitis bacteriana , mientras que la turbia pero más clara se relacionó con meningitis micótica (criptocócica).
IV. DISCUSIÓN
De acuerdo con la literatura, en casos de meningitis bacteriana el LCR suele aparecer turbio o purulento, con predominio de polimorfonucleares , proteína aumentada, y poca glucosa en comparación con el plasma (García-Gil et al., 2020). Esto concuerda con lo observado en nuestra muestra amarilla turbia. Por otro lado, en la meningitis micótica el LCR suele tener una turidez más ligera, predominio de linfocitos , proteína ligeramente aumentada, pero la glucosa suele permanecer casi normal o ligeramente disminuida (Jiménez et al., 2021), lo cual se relaciona con nuestra muestra más clara pero turbia.
Así, el procedimiento de laboratorio proporciona una primera orientación diagnóstica tanto macroscópica como microscópica, ayudando así a implementar el manejo clínico más adecuado de forma temprana.
V. CONCLUSIÓN
✅ La observación macroscópica y microscópica del LCR es una herramienta de diagnóstico valiosa en casos de meningitis. ✅ La turbidez, el color y el descubrimiento de agentes específicos en el microscopio (diplococos o cápsulas) orientan tanto al agente etiológico como al tratamiento médico más efectivo. ✅ La aplicación de métodos específicos de coloraciones, como Gram y Tinta China, proporciona información relevante en poco tiempo, ayudando así en el manejo de urgencia de los pacientes.
VI. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
García-Gil, M., Rivera-Silva, A., & Torres-Paredes, M. (2020). Diagnóstico de meningitis bacteriana. Acta Médica Universidad de Antioquia , 33(2), 145-153. https://doi.org/10.17533/udea.ammu.v33n2a
Jiménez, L., Sánchez, R., & Díaz, P. (2021). Meningitis micótica en pacientes inmunocomprometidos: evaluación de métodos de diagnóstico. Revista Chilena de Infectología , 38(3), 289-297. https://doi.org/10.4067/S0716-
Rodríguez, H., & López, A. (2021). Análisis de laboratorio en meningitis: procedimiento, interpretación y aplicación clínica. Archivos de Medicina , 11(1), 23-34. https://doi.org/10.31254/archmed.v11i1.
