FISIOLOGIA VEGETAL
Uma abordagem prática em multimídia
Manual do Aluno
Paulo Henrique Pereira Peixoto (Coordenador)
Maiana Reis Pimenta
Luciano Bueno dos Reis
Instituto de Ciências Biológicas
Departamento de Botânica
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Experimentos de Fisiologia Vegetal: Guia Completo para Estudantes, Notas de aula de Fisiologia
Fisiologia Vegetal da UFV, em Rio Paranaíba, MG. Desenvolve pesquisas nas áreas de Cultura de Tecidos Vegetais e Biologia Molecular. Colaboradores: ➢ Rodolpho ...
Tipologia: Notas de aula
2022
1 / 95
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FISIOLOGIA VEGETAL
Uma abordagem prática em multimídia
Manual do Aluno
Paulo Henrique Pereira Peixoto (Coordenador)
Maiana Reis Pimenta
Luciano Bueno dos Reis
Instituto de Ciências Biológicas Departamento de Botânica
ii
Ao meu filho Henrique e
à minha esposa Mara,
Dedico.
iv
Introdução
A Fisiologia Vegetal é a área da Botânica que estuda os fenômenos relacionados ao metabolismo, ao desenvolvimento, aos movimentos e à reprodução dos vegetais. Embora de importância reconhecida, o ensino da Fisiologia Vegetal apresenta deficiências e limitações que, em parte, são decorrentes de características intrínsecas à disciplina, uma vez que essa área do conhecimento botânico aborda temas às vezes abstratos e vias metabólicas relativamente complexas, o que dificulta a exploração desses conteúdos em sala de aula. Uma parcela dessas deficiências é resultante das dificuldades que os professores têm em planejar e montar os conteúdos e da convicção equivocada de que as aulas práticas de Fisiologia Vegetal são obrigatoriamente dispendiosas e de difícil execução, demandando equipamentos sofisticados e complexos. A importância das aulas práticas de Fisiologia Vegetal para o aprendizado dos alunos é indiscutível, o que evidencia a necessidade de criação de metodologias alternativas para a abordagem desse conteúdo nos Ensinos Médio e Superior, empregando materiais didático- pedagógicos de uso simples e de custo reduzido, acessíveis também às escolas públicas. Buscando superar tais limitações, produzimos este material inovador contendo aulas práticas na área de Fisiologia Vegetal, em multimídia interativa, na forma de DVDs, contendo textos, fotografias, imagens e vozes. A maioria das aulas incluídas nos DVDs não são inéditas, sendo encontradas em diferentes livros e rotineiramente ministradas nos cursos de Fisiologia Vegetal em Universidades de todo o país. Todavia, na forma apresentada, o material poderá ser empregado em salas de aulas utilizando DVDs portáteis, computadores e/ou sistemas de projeção, contribuindo para a elaboração das aulas montadas pelos professores e alunos. Esperamos que o material produzido seja versátil e de fácil utilização, servindo como ferramenta alternativa, acessível, eficiente e útil para a melhoria e revitalização do ensino de Fisiologia Vegetal nos níveis Médio e Superior.
Palavras-Chave: Fisiologia Vegetal, ensino de Botânica, recursos multimídia, popularização da Ciência e Tecnologia.
v
vii
1 - RESPIRAÇÃO
A respiração promove a liberação controlada da energia armazenada em moléculas orgânicas reduzidas. A energia química produzida ou liberada pela oxidação de diferentes substratos possibilita a formação do ATP, nucleotídeo responsável pelo armazenamento de energia no metabolismo. Os substratos respiratórios são armazenados nas plantas na forma de carboidratos, especialmente amido, sacarose e hemicelulose. Outra fonte de energia são os lipídeos, particularmente os óleos (triglicerídeos). Eventualmente, outras substâncias, como os ácidos orgânicos e os aminoácidos, também são utilizadas. Todas as moléculas orgânicas têm origem na fotossíntese e a respiração é um processo que apenas libera a energia química previamente armazenada pela transformação da energia eletromagnética da luz. As equações a seguir resumem o processo de respiração aeróbia, tendo como substratos a glicose ou a sacarose:
(Glicose) C 6 H 12 O 6 + 6 O 2 6 CO 2 + 6 H 2 O + 36 ATP
(Sacarose) C 12 H 22 O 11 + 12 O 2 12 CO 2 + 11 H 2 O + 60 ATP
Na respiração, moléculas de glicose ou de sacarose são oxidadas. Nas reações, átomos de hidrogênio são removidos e posteriormente combinados com o oxigênio que, por sua vez, é reduzido a água. Durante o processo, os elétrons vão de níveis mais altos de energia para níveis mais baixos, liberando, assim, energia para a produção de ATP. Parte da energia química produzida é dissipada como energia térmica, gerando aquecimento no organismo. Além da respiração aeróbia, cujo rendimento energético é maior, a respiração celular também pode ocorrer em ausência de oxigênio.
A degradação da molécula de glicose na respiração é fundamentalmente um processo de oxirredução. Enzimas do grupo das oxirredutases, incluindo principalmente desidrogenases e oxigenases, atuam em diversos passos da sequência degradativa. A respiração aeróbia é um dos ciclos mais importantes do metabolismo primário. Ela envolve três etapas distintas: a glicólise, o Ciclo de Krebs e a Cadeia de Transporte de Elétrons (CTE). A glicólise, primeira etapa da respiração, é um processo oxidativo tipicamente citoplasmático e que não depende diretamente do oxigênio. A glicólise apresenta como produtos vários intermediários e um saldo energético de apenas 2 moléculas de ATP produzidas por molécula de glicose oxidada. Ao final da glicólise, os produtos formados podem apresentar diferentes funções dependendo das necessidades metabólicas e, principalmente, da disponibilidade de oxigênio (O 2 ) no meio. Na atmosfera terrestre, a concentração de O 2 encontra-se próxima a 21%. Todavia, nos ambientes aquáticos e no solo, essa concentração é menor. Quando a concentração de oxigênio fica entre 2-3% (hipoxia) ou cai a 0% (anoxia), o processo respiratório normal, envolvendo o Ciclo de Krebs e a CTE, é interrompido, passando a respiração a ser restrita à glicólise, ativando o metabolismo fermentativo. A fermentação é um mecanismo ineficiente para as plantas, uma vez que o número de moléculas de ATP produzidas por molécula de glicose oxidada cai de 36 para apenas 2. Além disso, o processo gera substâncias tóxicas para o metabolismo celular, o que causa senescência e morte dos tecidos afetados em indivíduos não adaptados aos ambientes com baixas tensões ou privados de oxigênio. No processo fermentativo, as moléculas de piruvato são transformadas em lactato (fermentação lática) ou em acetaldeído, através de uma reação química que libera CO 2. O acetaldeído é, então, convertido em etanol (fermentação alcoólica). Em plantas, a fermentação alcoólica é mais comum que a lática. Tanto o lactato quanto o etanol são tóxicos para as células, devendo ser rapidamente eliminados para não causarem danos ao metabolismo. As plantas evitam a anoxia/hipoxia pelo
Prática 1.1 - Demonstração da Respiração pelo Método do
Indicador
Introdução
A respiração promove a liberação controlada da energia armazenada em moléculas orgânicas reduzidas. Todas as moléculas orgânicas têm, em última análise, origem na fotossíntese e a respiração é um processo que apenas libera a energia química previamente armazenada pela transformação da energia eletromagnética da luz. Nos processos fotossintéticos e respiratórios ocorrem trocas gasosas com o meio. Além da respiração aeróbia, cujo rendimento energético é maior, a respiração celular também pode ocorrer em ausência de oxigênio. Na respiração aeróbia há consumo de oxigênio e liberação de gás carbônico, enquanto que, na fermentação, não há consumo de oxigênio, mas pode haver a liberação de gás carbônico (fermentação alcoólica). O CO 2 em presença de água forma ácido carbônico. Portanto, num sistema fechado, a respiração acidifica a fase aquosa ( H+ ), uma vez que se estabelece um equilíbrio entre as fases gasosas e líquidas, conforme a equação a seguir:
CO 2 +H 2 O H 2 CO 3 H+^ + HCO 3 -
Se a fase aquosa contiver um indicador de pH, as variações na quantidade de CO 2 no ar podem ser detectadas pelas mudanças na sua coloração. O azul de bromotimol é um indicador de pH que se apresenta verde em meio neutro, azul em meio básico e amarelo em meio ácido e pode, portanto, ser usado para se observar a acidificação de uma fase aquosa por CO 2 proveniente da respiração.
Objetivos
Demonstrar a ocorrência de atividade respiratória em diferentes materiais biológicos. Demonstrar a importância do oxigênio para a sobrevivência das plantas em ambientes alagados.
Materiais
Fermento para pão (levedo) Sacarose (açúcar cristal) Folhas recém-coletadas Suporte de plástico Sementes de feijão embebidas e secas Solução de azul de bromotimol (100 mg de azul de bromotimol + 16 mL de NaOH 0,01 N; completar para 250 mL com água) Nove tubos de ensaio grandes (2,5 x 12,5 cm) Quatro tubos de ensaio pequenos (1,0 x 8,0 cm) Papel-alumínio Rolhas de borracha Conta gotas Adoçante dietético HCl 0,1 N e NaOH 0,1 N
Procedimentos
Enumere 9 tubos de ensaio (2,5 x 12,5 cm) e adicione 5 gotas de azul de bromotimol em cada. Coloque no fundo dos tubos um pequeno suporte de metal ou plástico, utilizado para manter suspensos os tubos de ensaio pequenos, que conterão os diferentes materiais biológicos a serem investigados. Acima do suporte, coloque o tubo pequeno (1,0 x 8, cm) com os diferentes materiais. Proceda da seguinte forma:
Tubo 1 - Padrão. Servirá como referência da coloração inicial do indicador; Tubo 2 - Adicione até a metade do tubo pequeno suspensão de fermento
- sacarose (5 g de fermento + 5 g de sacarose em 25 mL de água); Tubo 3 - Adicione até a metade do tubo pequeno suspensão de fermento em água (5 g de fermento em 25 mL de água); Tubo 4 - Adicione até a metade do tubo pequeno suspensão fervida de fermento em água (5 g de fermento em 25 mL de água); Tubo 5 - Adicione até a metade do tubo pequeno suspensão de fermento em água + adoçante dietético (5g de fermento + 20 gotas de adoçante dietético em 25 mL de água); Tubo 6 - Adicione dez sementes embebidas de feijão; Tubo 7 - Adicione dez sementes “secas” de feijão; Tubo 8 - Coloque uma folha recém-coletada acima do indicador. Mantenha este tubo próximo a uma fonte de luz. Tubo 9 - Coloque outra folha recém-coletada acima do indicador. Este tubo de ensaio será enrolado em papel-alumínio ou transferido para o escuro.
Assim que todos os tratamentos estiverem prontos, vede hermeticamente todos os tubos. Aguarde cerca de uma hora. Acompanhe a mudança de cor do indicador, anotando as observações baseadas em um sistema de convenção para as variações de cor da solução indicadora. Enquanto se espera o tempo necessário às observações, podem- se realizar os seguintes testes:
Teste 1: Adicione 4 gotas do indicador em um tubo de ensaio e acrescente uma gota de HCl 0,1 N. Observe e interprete os resultados. Em seguida, adicione ao mesmo tubo NaOH 0,1 N, gota a gota, até que haja mudança de cor. Observe e interprete os resultados.
Teste 2: Adicione 4 gotas do indicador em um tubo de ensaio. Acrescente algumas gotas de água contendo gás carbônico (água mineral gasosa), até que haja mudança de cor. Observe e interprete os resultados. Faça o mesmo procedimento com água mineral não gasosa, de torneira ou filtrada. Observe e interprete os resultados.
Teste 3: Adicione 10 gotas do indicador em um tubo de ensaio. Através de uma pipeta de 10 mL, assopre vigorosamente de forma que o ar circule na solução. Observe e interprete os resultados.
Questionário
- O que é o azul de bromotimol?
- Comparando os resultados dos testes 1 e 2, o que acontece ao CO 2 quando dissolvido em água?
- Explique o resultado do teste 3.
- O que havia em comum nos tubos onde ocorreram mudanças na coloração do indicador de pH?
- Compare e explique os resultados obtidos nos tubos 2 a 9.
- Para demonstrar a respiração em folhas, foi necessário cobrir o tubo de ensaio com papel alumínio. Por quê?
- Em ambientes naturais, as plantas terrestres e as aquáticas podem ser submetidas a condições de anoxia/hipoxia? Quais seriam as consequências para elas da permanência nessas condições?
Prática 1.2 - Atividade de Catalase em Tubérculos
de Batata
Introdução
Na respiração aeróbia, elétrons do NAD(P)H e do FADH 2 são transferidos para o O 2 em resposta ao funcionamento da cadeia de transporte de elétrons (CTE). O funcionamento da CTE também cria condições para o transporte de prótons (H+) da matriz mitocondrial para o espaço intermembranas, gerando um gradiente de potencial eletroquímico que, durante a sua dissipação, fornece energia motriz para a síntese do ATP (força próton-motora). Todavia, espécies reativas de oxigênio e radicais livres também são geradas durante a respiração. A formação dos radicais livres ocorre porque o oxigênio pode receber elétrons de diferentes moléculas. Durante o funcionamento da CTE, duas rotas distintas podem operar: a rota oxidativa, que consiste na formação de água após o O 2 receber elétrons da cadeia respiratória (acoplada à fosforilação oxidativa com a formação de ATP); e a rota oxigenativa, na qual o oxigênio forma espécies reativas de oxigênio (EROs). Quando o O 2 recebe elétrons (e-) pode ocorrer a formação do radical superóxido (O 2 ), que, pela ação da enzima superóxido dismutase (SOD), forma peróxido de hidrogênio (H 2 O 2 ), um potente inibidor de muitas enzimas. Para não comprometer o metabolismo, o H 2 O 2 deve ser rapidamente eliminado através da ação de diferentes enzimas. O H 2 O 2 é substrato da catalase, enzima que promove a transformação do peróxido de hidrogênio em água e oxigênio (molécula de baixa reatividade).
2 H 2 O 2 catalase 2 H 2 O + O 2 ↑
O H 2 O 2 , em presença de íons ferro (Fe2+), pode originar o radical hidroxila (OH•), espécie química altamente reativa e que causa danos a
diversas moléculas celulares, inclusive ao DNA, podendo provocar mutações. A ação conjunta da catalase e de outras enzimas antioxidativas é de fundamental importância para a proteção do metabolismo respiratório aeróbio.
Objetivos
Observar, in situ , a atividade de catalase em tubérculos de batata.
Materiais
Água oxigenada 20 volumes Placas de Petri Tubérculos de batata inglesa
Procedimentos
Corte fatias transversais de tubérculos de batata com aproximadamente 1 cm de espessura. Coloque as fatias em placas de Petri, cobrindo-as com solução diluída (30:1) de peróxido de hidrogênio (ou água oxigenada 20 volumes). O desprendimento de bolhas de oxigênio (formação de espuma) indica a presença da enzima catalase. Repita o mesmo procedimento com fatias de tubérculos de batata previamente fervidas por 5 minutos. Anote e interprete os resultados.
Questionário
- Apresente a reação das catalases, indicando o substrato e os produtos.
- Cobrindo as fatias de batata com água oxigenada, observou-se maior evolução de bolhas de oxigênio nos tecidos da periferia do que nos tecidos internos. Por quê?
- Que diferenças existem entre catalases, peroxidases e desidrogenases quanto às reações que elas catalisam?
- Explique as diferenças entre enzimas “preexistentes” e enzimas sintetizadas “ de novo ”. A que grupo as catalases pertencem?
- Durante o processo respiratório, como são formados os radicais livres? Como eles são eliminados do metabolismo?
(acima de 20oC), indicando que as baixas temperaturas da estratificação diferem das ideais para a germinação. O fotoblastismo é a área do conhecimento botânico que estuda os efeitos da luz sobre a germinação das sementes. As sementes que germinam somente em presença de luz são classificadas como fotoblásticas positivas, enquanto que aquelas que germinam somente no escuro são denominadas fotoblásticas negativas. Existem, ainda, sementes fotoblásticas neutras (não-fotoblásticas), que germinam tanto na presença de luz quanto no escuro. Esse fenômeno é explicado pela participação do fitocromo. Moléculas desse pigmento são encontradas em todos os órgãos da planta. O fitocromo é uma cromoproteína que se apresenta sob duas formas fotorreversíveis. Em plantas estioladas, o fitocromo encontra-se presente na forma que absorve a luz vermelha, denominada Fv. Esta é a forma de fitocromo sintetizada pelas plantas no escuro. A forma Fv, que é azul, é convertida pela luz vermelha (V) para a forma que absorve luz vermelho-longo, denominada FVL, que, por sua vez, é azul-esverdeada. A forma FVL pode ser convertida de volta para a forma Fv pela ação da luz vermelho-longo (VL). Esta fotorreversibilidade é a propriedade mais importante do fitocromo. Embora as duas formas de fitocromo sejam referidas pelos seus picos máximos de absorção no vermelho (V) ou no vermelho-longo (VL), os espectros de absorção das formas Fv e FVL se sobrepõem significativamente na região do vermelho, sendo que a forma Fv também absorve uma pequena quantidade de luz na região do VL. Em função disso, há um equilíbrio dinâmico entre as duas formas de fitocromo. Desse modo, a proporção de fitocromo na forma FVL, após a saturação da irradiação com luz V, é de apenas 85% e não de 100% como seria esperado caso os espectros não sofressem sobreposições. De modo similar, uma pequena quantidade da luz V absorvida pela forma FVL torna impossível a conversão de todo o FVL para a forma Fv em resposta à aplicação de um espectro amplo de luz VL. Ao invés disso, um equilíbrio de 97% de Fv e de 3% de FVL é obtido. A proporção entre as formas ativas
e inativas após saturação com luz V ou VL é denominada estado fotoestacionário. Algumas espécies domesticadas e um grande número de espécies selvagens apresentam o fenômeno de fotoblastismo, o que para muitas delas está relacionado à proteção contra a germinação em ambientes escuros ou sombreados, fatores que limitam a fotossíntese. A ação do fitocromo é especializada, uma vez que esse pigmento consegue “detectar” não apenas a presença de luz (intensidade), mas, principalmente, a qualidade da radiação que chega ao ambiente onde as sementes se encontram. Tal fato explica, por exemplo, o aparecimento de espécies vegetais não observadas previamente após a realização de preparos do solo para plantios (aragem/gradagem) e de posteriormente aos desmatamentos, que, respectivamente, expõem sementes soterradas e altera a qualidade espectral incidente sobre as sementes. A capacidade germinativa das sementes varia em função do vigor, característica que expressa a capacidade e os atributos fisiológicos responsáveis pela germinação das sementes em percentuais próximos aos obtidos logo após a dispersão. Essa capacidade reduz com o passar do tempo, mas é influenciada pelas condições de armazenamento. A longevidade das sementes está intimamente relacionada à manutenção do vigor. Existem relatos de sementes germinando após mais de 150 anos em materiais mantidos em herbários, bem como casos ainda mais espetaculares, envolvendo a germinação de sementes encontradas em catacumbas de faraós e soterradas em regiões turfosas. Nesses diferentes ambientes, uma característica comum é a manutenção quase constante das condições de UR e de temperatura, o que reduz a atividade metabólica e impede a germinação.
Prática 2.1 - Atividade Desidrogenativa em Sementes
Introdução
A avaliação da viabilidade das sementes é um procedimento importante em estudos relacionados à reprodução sexuada. Testes que fornecem resultados rápidos vêm sendo utilizados para a tomada de decisões nas diferentes etapas da produção e na análise da viabilidade e da germinabilidade das sementes. As desidrogenases são enzimas oxidorredutases catalisadoras da transferência de íons hidrogênio e de um par de elétrons de um substrato reduzido, que é oxidado na reação, para uma molécula receptora de elétrons que, por sua vez, torna-se reduzida. A respiração aeróbia envolve a glicólise, o ciclo de Krebs e a cadeia de transporte de elétrons (CTE). As desidrogenases participam de reações em todas essas etapas. Por exemplo, na glicólise, a gliceraldeído-3-P-desidrogenase promove a conversão do gliceraldeído-3-P em 1,3-bifosfoglicerato. As piruvato, isocitrato, α-cetoglutarato, succinato e malato desidrogenases, atuam em diferentes reações do Ciclo de Krebs. Por sua vez, a NADH-desidrogenase , também denominada Complexo I, e a NADH-quinona oxidorredutase , participam da cadeia respiratória. As atividades das desidrogenases são indicadoras importantes da viabilidade de sementes. Alguns corantes podem agir como aceptores de hidrogênio, mudando de cor com a sua redução. Por exemplo, sais de tetrazólio são incolores (ou amarelos) e solúveis quando oxidados e produzem sais de trifenil-formazana, insolúveis e vermelhos, quando reduzidos. Com o uso de sais de tetrazólio, é possível verificar “ in situ ” a atividade de desidrogenases, uma vez que as formazanas precipitam-se onde estas ocorrem. A presença de desidrogenases ativas é considerada sinal de vitalidade do tecido vegetal.
As desidrogenases catalisam reações do tipo:
[Piruvato + NAD+^ Piruvato desidrogenase Acetil-CoA + NADH] [BH 2 (substrato reduzido) + A+^ (aceptor oxidado) → desidrogenases → B (produto oxidado) +AH 2 (aceptor reduzido)] Sais de tetrazólio têm sido recomendados para a realização de testes rápidos de viabilidade e de germinabilidade de sementes. O teste do tetrazólio é um procedimento rápido e de grande importância para a avaliação da qualidade das sementes, porque, além de indicar a vitalidade, o mesmo também pode fornecer informações sobre o vigor e ainda identificar problemas fitossanitários, além de detectar a ocorrência de danos mecânicos que podem comprometer a germinabilidade das sementes. Todavia, para a utilização do teste do tetrazólio, torna-se necessário o estabelecimento de padrões de coloração para cada espécie avaliada, o que envolve estudos prévios da morfologia interna das sementes e testes de germinação em campo, para que os padrões estabelecidos nos laboratórios se tornem precisos.
Objetivos
Determinar a ocorrência e a localização da atividade de desidrogenases em sementes de milho e de feijão, além de avaliar a aplicabilidade do teste do tetrazólio para estimar o vigor das sementes dessas espécies.
Materiais
Grãos de milho e de feijão embebidos por 12 a 24 horas. Solução de tetrazólio (cloreto de trifeniltetrazólio) a 1% (p/v) Banho-maria Tubos de ensaio (2,5 x 12,5 cm) Estilete ou lâmina de barbear nova
Prática 2.2 - Efeitos da Qualidade da Luz na Germinação
de Sementes Fotoblásticas
Introdução
Após a dispersão, as sementes tornam-se independentes da planta-mãe e encontram-se prontas para germinar, o que acontece caso elas não apresentem dormência e estejam em ambientes cujas condições de temperatura, água, luminosidade e disponibilidade de oxigênio, entre outros, sejam adequadas. Quando recém-colhidas, as sementes de algumas espécies somente germinam em presença de luz. Todavia, essa exigência vai desaparecendo à medida que elas envelhecem. Determinadas faixas da radiação visível são mais eficientes do que outras na indução da germinação e devem, portanto, ser captadas por um pigmento fotorreceptor. Um desses pigmentos, o fitocromo, é constituído de um cromóforo tetrapirrólico de cadeia aberta associado a uma proteína, apresentando-se sob duas formas fotorreversíveis: o fitocromo vermelho ( Fv ), forma naturalmente sintetizada nas sementes, que apresenta máxima absorção na faixa do vermelho (660 nm), e o fitocromo-vermelho-longo ( FVL ), com máxima absorção na faixa do vermelho-longo (730 nm). Quando o Fv absorve radiação na faixa do vermelho ele se transforma rapidamente na forma FVL. Por sua vez, quando a forma FVL recebe luz vermelho-longo, ela retorna rapidamente à forma FV. As interconversões entre as formas dos fitocromos são produtos de reações luminosas de baixa energia, diferentemente de outros fenômenos fisiológicos que requerem alta energia. A proporção entre as formas FVL/FV é resultante das condições de luminosidade no ambiente. Quando a germinação ocorre em resposta a valores elevados da relação FVL/Fv , as sementes são classificadas como fotoblásticas positivas. As sementes que germinam apenas no escuro são consideradas fotoblásticas negativas, embora muitas sementes germinem independentemente da qualidade da radiação luminosa (sementes não
fotoblásticas). Após a absorção da radiação pelo fitocromo, uma série de reações é desencadeada, afetando o processo germinativo. As giberelinas são hormônios vegetais associados à germinação das sementes de diferentes espécies. Em sementes fotoblásticas positivas mantidas em condições de escuridão, o fornecimento exógeno de giberelinas pode estimular a germinação. Tal fato sugere que a germinação nas sementes fotoblásticas positivas exige a conversão do fitocromo da forma Fv para a forma FVL , o que ocorre em resposta à luz vermelha, antes mesmo da síntese das giberelinas, hormônios que atuam no estímulo à produção das enzimas hidrolíticas utilizadas na quebra das reservas. Além da germinação das sementes, diversos fenômenos fotomorfogênicos como a floração, o crescimento de entrenós, o desenvolvimento normal das plântulas, a síntese de pigmentos, a abertura e o fechamento de folhas, dentre outros, são controlados pelo sistema fitocromo.
Objetivos
Verificar a influência de diferentes faixas de radiação do espectro luminoso sobre a germinação de sementes. Avaliar a influência do GA 3 sobre a germinação de sementes fotoblásticas.
Materiais
Sementes de fumo e de alface Caixas gerbox ou placas de Petri (10 cm de diâmetro) Papel filtro Caixas de papel com tampas forradas de papel celofane ou acrílico nas cores azul, verde, vermelho e vermelho-longo Solução de ácido giberélico (GA 3 ) a 50 μM (Preparar 150 mL V x 300 μL = 150 mL x 50 μL V = 25 mL de GA 3 + 125 ml de água)
Procedimentos
Identifique os recipientes (caixas gerbox ou placas de Petri), com as respectivas cores, forrando o seu fundo com uma folha de papel filtro. Em cada um dos recipientes, adicione uma mesma quantidade de sementes de fumo ou de alface sobre o papel filtro. Em seguida, adicione 10 mL de água destilada ou de GA 3 (50 μM) a cada recipiente. Cuidadosamente, coloque os recipientes em caixas cobertas com filtros referentes a cada uma das seguintes cores: acrílico azul intenso ou duas folhas de papel celofane azul intenso, que transmitem entre 390- 590 nm, na faixa do violeta-azul; acrílico verde intenso ou quatro folhas de papel celofane verde intenso, que transmitem entre 480-630 nm, com pico no verde; acrílico vermelho intenso ou quatro folhas de papel celofane vermelho intenso, que transmitem entre 580-680 nm, com pico no vermelho; acrílico azul intenso + acrílico vermelho intenso ou duas folhas de papel celofane azul intenso + duas folhas de papel celofane vermelho intenso, que transmitem acima de 670 nm, no vermelho-longo. Embrulhe uma caixa em papel alumínio ou coloque-a em um local escuro. Deixe uma caixa com os recipientes exposta à luminosidade ambiente ou à luz fluorescente branca. Exponha as caixas com os filtros a um banco de luz fluorescente ou à luminosidade de uma janela. Faça monitoramento diário da umidade do papel que forra as placas, evitando que o mesmo seque. Após uma ou duas semanas observe a germinação das sementes, considerando a protrusão das radículas nos diferentes tratamentos. Estime a porcentagem de germinação em cada faixa do espectro de radiação luminosa aos quais as sementes foram submetidas.
Questionário
- Qual é o pigmento envolvido na germinação das sementes e quais são os comprimentos de onda mais efetivos para ativação desse processo?
- Por que as sementes das espécies estudadas (fumo, alface, etc.) praticamente não germinaram no escuro?
- Explique de que maneira a luz pode desencadear a germinação de sementes fotoblásticas positivas.
- Algum fitormônio pode substituir a luz na germinação de sementes fotoblásticas positivas?
- Se as sementes forem colocadas para germinar em total obscuridade e se essa condição for interrompida com lampejo de luz vermelha, o que acontecerá? E se o lampejo for com luz vermelho-distante?
- Quais espécies de interesse comercial apresentam sementes fotoblásticas positivas?
- Como a preparação do solo poderia aumentar a quantidade de ervas daninhas, considerando os resultados da aula? Que alternativa à aração você sugere para evitar o aparecimento de ervas daninhas?
- Como se explica o estabelecimento de novas espécies em uma área formada após a abertura de uma clareira em uma floresta? Quais espécies predominavam no sub-bosque antes da abertura da clareira e quais espécies predominarão posteriormente a sua realização?
- Qual é a importância ecológica e quais são os hábitos predominantes em espécies que possuem sementes fotoblásticas positivas e negativas?
- Por que as sementes das espécies estudadas (fumo, alface, etc.) praticamente não germinaram no escuro?