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Transporte a través de la membrana
Isaac Torres Bueno1*, Ana María Muñoz^1 , Laura Melissa De La Pava^1 (^1) Programa de Biología, Facultad de Ciencias Básicas y Tecnologías, Universidad del Quindío, Cra. 15 con calle 12 Norte, Armenia, Colombia.
*Autor para correspondencia: isaac.torresb@uqvirtual.edu.co
Objetivos:
- Reconocer la membrana celular como facilitadora de procesos celulares.
- Observar y describir los fenómenos de difusión y su importancia en el intercambio de sustancias en la célula.
- Comprobar la selectividad de la membrana celular por medio de reacciones químicas en un modelo artificial.
- Estudiar algunos aspectos de la fisiología de la membrana celular.
- Aprender a establecer el efecto de la concentración y la temperatura sobre la velocidad de difusión de un colorante orgánico. Metodología: Procedimiento I: Transporte pasivo: En este estudio se llevó a cabo los diferentes tipos de transportes a través de la membrana, teniendo en cuenta los transportes pasivos y activos e identificarlos. Se inició recortando un cuadrado de papel celofán 15 x 15, se puso en agua caliente y luego se tomó un embudo de vidrio y a este se le puso el cuadrado de papel celofán, posteriormente se aseguró con una banda de caucho. Después se preparó una solución de almidón y sal al 10%. Seguidamente se colocó el embudo de vidrio con papel celofán dentro de un Beaker con agua destilada, se tomaron dos muestras de dos mililitros, una de almidón y la otra de sal y se depositaron en tubos de ensayo. A la de almidón se le agregó 10 gotas de lugol y si la coloración demostraba ser de un color azul violeta era una prueba positiva, a la de sal se le agregó 1 ml de Ácido Nítrico (HNO3) se hirvió durante dos minutos y luego de enfriarse se agregaron 4 gotas de Nitrato de Plata (AgNO3), si el precipitado, es decir, si el resultado del color era blanco era una prueba positiva. Figura 1. Efectos de los reactivos en el almidón y en la sal. A) Embudo de vidrio con papel celofán dentro del beaker. B) Muestra almidón con las 10 gotas de lugol. C) Muestra sal con los reactivos (E, F). D) Lugol aplicado en el almidón. E) Reactivo aplicado en la sal. F) Segundo reactivo aplicado en la sal.
Procedimiento II: Ósmosis Se procedió a preparar la suspensión celular depositando la respectiva muestra de sangre en un vidrio reloj y se agrego 2 ml de solución de NaCl 0.15M (molaridad), se dejó reposar por un minuto y luego con ayuda de una pipeta Pasteur, se adiciono una gota de la respectiva suspensión preparada sobre un portaobjetos y encima se le colocó un cubreobjetos para así poder ser observada en un microscopio. Este mismo procedimiento se hizo con las soluciones de NaCl 0,075M y 0,3M. Procedimiento III: Concentración del colorante sobre la difusión Se inició agregando el mismo volumen de agua destilada con la misma temperatura a 5 vasos de precipitado. Se enumeraron y se procedió a añadir el número de gotas de colorante azul de metileno igual al vaso de precipitado, es decir, (al 1 vaso se le agrego una gota y al vaso 2 se le agregaron 2 gotas y así sucesivamente hasta llegar al vaso 5). Seguidamente se inició midiendo el tiempo de difusión desde el momento en el que se agregó el colorante y se finalizó cuando ya la distribución de este en los vasos era uniforme. Figura 2. Efectos de la concentración del colorante sobre la difusión. A) Vasos precipitados con las gotas respectivas en cada uno de azul de metileno. B) Reactivo aplicado en cada uno de los vasos de precipitado. C) Resultado de la distribución uniforme del colorante en los vasos de precipitado. Procedimiento IV: Variación de la temperatura sobre la difusión Se inició agregando el mismo volumen de agua destilada a diferentes temperaturas en 3 vasos de precipitado, las temperaturas eran 0°, 15° y 100°, posteriormente se agrego una gota de azul de metileno a cada recipiente y se midió el tiempo de difusión del colorante hasta que la coloración de este se pusiera uniforme en cada vaso de precipitado.
Resultados: Procedimiento 1. Se tomaron muestras en intervalos de tiempo (inicial 0, 30 y 60 minutos) para analizar el efecto del transporte pasivo en la difusión de solutos. Los resultados se registran en la tabla correspondiente, brindando información sobre los resultados obtenidos en la difusión de nuestro estudio. En la figura 5 , sección A,B,C. Se evaluó la presencia de sal mediante la reacción con ácido nítrico (HNO₃) y nitrato de plata (AgNO₃), donde la formación de un precipitado blanco indicará un resultado positivo. Figura 5. Presencia de sal. A) Tiempo inicial (0), B) Durante 30 minutos, C) Después de 1 hora (60) minutos. En la figura 6 Sección A,B,C. Se identificó la presencia de almidón agregando solución de lugol, que cambiará a azul violeta si está presente. Figura 6. Presencia de almidón con lugol. A) tiempo inicia l (0), B) durante 30 minutos , C) después de 1 hora (60) minutos.
Tabla 1. Muestra de almidón y sal tomando registro desde el tiempo 0, a los 30 y 60 minutos. Tiempo Sal Almidón (0) Minutos + - (30) Minutos + - (60) Minutos + - En la Tabla 1 se observa los respectivos resultados de las muestras anteriores, donde se evaluaron la presencia de sal y de almidón después de un respectivo tiempo. (0) Inicial, (30) Minutos, (60) Minutos. Donde (+) es positivo y (-) es negativo para la presencia de almidón o sal de las anteriores sustancias. Procedimiento 2. Ósmosis En la figura 7 se observó a través del microscopio el fenómeno de la ósmosis mediante la observación de células sanguíneas expuestas a diferentes concentraciones de soluciones salinas. Se utilizarán tres soluciones de NaCl (0.15 M, 0.075 M y 0.3 M), para analizar cómo varía la morfología celular en respuesta a cambios en el medio externo.
Figura 7: Ósmosis en las células sanguíneas. A1) Tipo de solución hipertónica, objetivo 40x,
B1) Tipo de solución hipotónica, objetivo 40x, C1) Tipo de solución isotónica, objetivo 40x. Tabla 2. Muestra de sangre con distintas concentraciones de NaCl. Muestra Molaridad Tipos de solución Observaciones Sangre 0,075 M/L Isotónica Mantienen su forma ya que no hay movimiento de agua. Sangre 0,15 M/L Hipotónica Tienden a absorber agua, lo que puede causar que se hinchen y, eventualmente, se rompan debido a la presión interna.
Figura 9. Efecto de la variación de la concentración del colorante sobre la difusión. Donde se pudo observar la siguiente información: el primer punto corresponde a (19 min, 1), el segundo punto a (18 min, 2), el tercer punto a (25 min, 3 ), el cuarto punto a (39 min, 4) y el último punto a (60 min, 5). Representando una curva ascendente. Procedimiento 4. En la figura 10 se analizó el efecto de la variación de la temperatura en la difusión. En donde se colocó 3 volúmenes iguales de agua destilada a diferentes temperaturas (0, 15 y 100 °C) con azul de metileno. Figura 10. Variación de temperatura en la difusión. A) 0° grados centígrados, B) 15° grados centígrados, C) 100° grados centígrados. En la figura 11 se observa el efecto de la variación de temperatura sobre la difusión representada gráficamente, en donde el eje de las “X” representa el tiempo de difusión y donde el eje de las “Y” representa la concentración en grados centígrados.
Figura 11. Efecto de la variación de temperatura sobre la difusión. Donde se pudo observar la siguiente información: el primer punto corresponde a (2 min, 100°), el segundo punto a ( 29 min, 15°), el tercer punto a (120 min, 0° ). Representando una curva descendente. Procedimiento 5. Parte 1: Observación. En la figura 12 se puede observar la analogía de las películas de jabón, la cual ilustra y evidencia como este efecto imitan o representan membranas y cómo la película tiene un reflejo de colores gracias a la influencia de la luz sobre esta y en la cual se observan colores brillantes como azul, rosado y amarillo. Figura 12. Efecto de la luz sobre la película de jabón. A) Película de jabón , A1) Colores que se evidencian en la solución debido a la incidencia de la luz sobre estas.
En la figura 15 se observó como en compañía de dos tazas, una con aceite vegetal y la otra con alcohol, se sumergió un objeto en cada una y se pasó a través de la membrana, teniendo en cuenta que el objeto sumergido en aceite vegetal si paso sin romperla, debido a su afinidad con la membrana y que es polar, en cambio el objeto sumergido en alcohol al pasar a través de la membrana, la rompió debido a que no tienen afinidad con esta y es apolar. Figura 15. Efecto del objeto sumergido en aceite vegetal pasando a través de esta sin romperla. A) Película de jabón, A1) Objeto sumergido en aceite vegetal traspasando la membrana gracias a su afinidad con esta, B) Taza de aceite vegetal. Parte 5: División celular. En la práctica realizada con ayuda de un pitillo se sumergió en la solución jabonosa, y se hizo una burbuja de más o menos uno 7.5 cm a 10 cm de ancho. Por otro lado, se observó con un cuchillo mojado en la solución jabonosa cortando la película de jabón a la mitad, y formando una bicapa con burbujas. Parte 6: Fusión celular. Se observa, cómo con ayuda de unos pitillos se pueden formar burbujas en la misma solución jabonosa, atrayendo las y fusionando las, evidenciando cómo se juntan para formar una sola burbuja grande. Discusión: En el procedimiento 1, sobre transporte pasivo para las pruebas de detección de sal y almidón en la disolución, pudimos observar que la prueba de presencia de almidón fue negativa desde la primera instancia, mostrándonos un color rojizo resultado de no haber presencia de este en ninguno de los tres tiempos. Segun las investigaciones de (Mollinedo & Benavides, 2014), nos dicen que la digestión de los hidratos de carbono (concretamente del almidón) comienza en la cavidad bucal y debe pasar por una serie de procesos en los que intervienen enzimas hidrolíticas cuya función es catalizar reacciones químicas, dando como resultando a los monosacáridos que son absorbidos en el duodeno y el yeyuno por medio de un mecanismo de transporte pasivo. Con base en esto, podemos decir que nuestra prueba de almidón por fuera de la membrana de celofán fue negativa, ya que el paso de almidón sólo puede ser positivo por medio de transporte activo a través de la membrana. Por el contrario, en la prueba de presencia de sal los tres tiempos mostraron resultados positivos. Klein (2020), nos dice que el movimiento de los iones Na+ (sodio) a través de la membrana plasmática de las células nerviosas
depende de las fuerzas conductoras generadas tanto por las diferencias de voltaje como por las diferencias de concentración de iones a través de la membrana, el material se mueve espontáneamente desde regiones de alto potencial electroquímico a otras de bajo potencial. Por lo tanto, este transporte se denomina difusión o transporte pasivo. Podemos decir con base en lo anterior que nuestra prueba de detección de sal por fuera de la membrana de celofán fue positiva en los tres tiempos, gracias a que el sodio si cumple con el paso a través de la membrana por transporte pasivo, a diferencia del almidón. En el procedimiento 2, se expusieron células sanguíneas a diferentes concentraciones molares de NaCl, observamos que a medida que cambian las concentraciones molares en las tres muestras, cambia el tipo de solución. En un estudio sobre tonicidad en las células realizado por Piriz, et al (2019), se ofreció a algunos estudiantes sangre ovina como fuente de eritrocitos y una solución al 0, M de NaCl, para lo cual los estudiantes corroboraron que esta solución determinó la creación de eritrocitos, significa que resultó siendo hipertónica; con este estudio podemos corroborar que al igual que nuestra muestra expuesta a 0.3M de NaCl ambas fueron hipertónicas. De igual manera, con esta información podemos deducir que para una muestra promedio de sangre al agregar 2 ml de NaCl a diferentes concentraciones (en nuestro caso 0.075M, 0.15M y 0.3M) las muestras con concentraciones de NaCl menores a 0.3M van a ser isotónicas e hipotónicas y que además de esto la muestra expuesta a una menor concentración molar, será una solución isotónica o en condiciones normales. En el procedimiento 3, sobre el efecto de la variación de la concentración del colorante sobre la difusión llevamos varias muestras de agua destilada a diferentes concentraciones (gotas) de azul de metileno, donde nuestros resultados fueron graficados y pudimos observar que a mayor concentración menor la difusión. La velocidad de difusión depende de la diferencia entre las concentraciones de todo el material huésped, dando como resultado mayor velocidad de diferencia por las mayores diferencias de concentración (Oram, 2002). Por ejemplo, la difusión a través de una pared delgada se producirá significativamente más rápido si hay una alta concentración del gas en un lado y ninguno al otro lado de la pared, que si hubiera una cantidad casi igual de gas en ambos lados (Johnson, 2006). Sin embargo, en una práctica de laboratorio realizada por López, et al (2018), hicieron un procedimiento muy similar al de nosotros donde también buscaban ver la velocidad de difusión respecto a la concentración (en cuanto a cantidad de gotas) frente a el tiempo gastado. Una vez graficados sus resultados evidenciaron que, a mayor concentración menor es el tiempo de difusión y viceversa. Es decir, los factores de concentración y tiempo son inversamente proporcionales (según la gráfica). Teniendo esto en cuenta, podemos decir que al no cumplir con la teoría y tampoco con los autores en discusión, ya que al graficar nuestros resultados se evidenció un valor de tiempo mayor en la muestra A que en la muestra B, para luego subir nuevamente el tiempo en función de la concentración de gotas, esto se podría tratar de un margen de error que tuvimos en la primera muestra. En el procedimiento 4, sobre el efecto de la variación de la temperatura en la difusión luego de hacer los procedimientos indicados y graficar los resultados obtuvimos que a mayor temperatura, menor tiempo de difusión y por ende mayor velocidad de la misma. Simon (2018), nos dice que la temperatura tiene el mayor efecto sobre la velocidad de difusión y es el factor de cambio más fácil. El aumento de la temperatura aumenta la velocidad de difusión mediante la adición de energía a cada partícula, esto es porque las partículas con más energía pueden moverse a través del material huésped más fácilmente. Del mismo modo, reducir la temperatura bajará la velocidad de difusión mediante la reducción de la energía de cada partícula. Con base en esta información, podemos corroborar que
Klein, B. G. (2020). Cunningham. Fisiología Veterinaria. Elsevier. López, J. A., Cortés, E. Y., Romero, L. J., Castro, D. C. (2018). Factores que afectan la velocidad de difusión. Universidad Pedagógica y Tecnológica de Colombia, Biología Celular, Facultad de Ciencias de la Salud, Medicina. Mollinedo, M., y Benavides, G. (2014). Carbohidratos. Revista de Actualización Clínica Médica, 41, 2133-2136. Oram, R. 2002. Biología. Sistemas vivientes. México D.F. Primera edición. Compañía editorial continental. Págs. 89- Píriz Giménez, N., López Larrama, M. N., Tucci, J., Cantero Charpentier, J. y Mallarini Ucha, V. (2019). Tonicicidad: ¿una propiedad de las soluciones y/o de las células? Aprendizaje sustentable del transporte de agua_. Bio-grafía escritos sobre la biología y su enseñanza_. Simon, J. (2018). Cuatro cosas que afectan la velocidad de difusión. Retrieved August 31, 2021, from Leaf Group Ltd website: https://www.geniolandia.com/13095360/cuatrocosas-que-afectan-la-velocidad-de-difusion
